Quel insecte choisir pour démarrer un élevage? comparaison des insectes les plus populaires en entomoculture

Envie de vous lancer dans l’élevage d’insectes?

Il peut être difficile d’arrêter son choix sur un insecte en particulier vu les qualités, les défauts et les particularités des différentes espèces à prendre en compte. Voici donc un article au sujet de l’élevage de différents insectes et leurs caractéristiques, pour vous aider.

Pour commencer, rappelons que les insectes sont des organismes à sang froid, ce qui leur permet de convertir extrêmement efficacement leur nourriture en protéines. Par exemple, ils nécessitent en moyenne 12 fois moins d’aliments que les bovins pour produire la même quantité de protéines1. Il existe tout de même une certaine variabilité entre les différentes espèces d’insectes. Certains produisent plus de protéines, d’autres plus de gras, et ces différents constituants peuvent être un avantage selon les objectifs de l’élevage. Certains producteurs visent à récolter principalement des protéines, comme les entreprises productrices de barres protéinés pour sportifs, tandis que d’autres visent à récolter des gras afin de le transformer en bioéthanol, ou en huile2-3.  D’autres insectes sont élevés comme « animal de compagnie » comme certaines blattes domestiques4.

Les insectes comparés dans cet article sont le ténébrion meunier, la mouche domestique, la mouche soldat noire, le grillon et la blatte. Ils sont parmi les insectes les plus populaires en entomoculture si on exclut les abeilles et les prédateurs naturels utilisés en agriculture. Leur comparaison est basée sur l’évaluation de la longueur de leur cycle vital, les matières organiques dont ils peuvent se nourrir, leur valeur nutritive et les infrastructures particulières nécessaires à leur élevage.

Ténébrion meunier (Tenebrio mollitor)

Valeur nutritive moyenne : 483 g/kg de protéines, 334 g/kg de lipides, 4903 Kcal/kg

Tout d’abord, le ténébrion meunier est le populaire vers de farine qui se développe dans les produits céréaliers, au malheur des producteurs de farine. C’est un coléoptère dont l’élevage est simple et dont le cycle vital dure entre 38 et 124 jours. Il peut s’alimenter d’une grande variété de matières organiques, bien qu’il préfère les céréales. Les matières ligneuses doivent parfois être fermentées pour faciliter leur dégradation par l’insecte. De plus, l’apport nutritif doit être bien équilibré concernant son ratio azote/calcium pour optimiser les rendements en larves. Les larves récoltées sont faibles en gras mais riches en protéines. Le cycle vital relativement long de cet insecte peut sembler un obstacle à l’élevage, mais il peut être accéléré en augmentant la température de l’élevage et diminuer de deux mois. La femelle pond de minuscules œufs, puis les larves muent entre 8 et 20 fois avant d’atteindre le stade de nymphe, puis d’adulte qui vit deux à trois mois4-5. Pour réaliser un élevage, un contenant percé de trous pour l’aération contenant les matières organiques, du liège, du carton ondulé ou un autre matériel poreux pour la ponte est nécessaire. Les larves du ténébrion meunier ont été utilisées avec succès en nutrition animale. C’est l’insecte favoris de la NASA, qui l’étudie en profondeur puisque l’entomoculture revêt un fort potentiel pour la nutrition des astronautes en missions spatiales, car les insectes sont une source nutritive de qualité et permettent de valoriser des déchets organiques produits sur place6-9.

Grillon domestique (Acheta domestica)

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Grillon domestique (Achetus domesticus) Crédit photo (c) Gail Hampshire

Valeur nutritive moyenne : 613 g/kg de protéines, 134 g/kg de lipides, 4263 Kcak/kg (8, 13)

Le grillon domestique est aussi très populaire puisqu’il est fortement utilisé en nutrition des animaux de compagnies (comme les lézards), et son élevage est simple et nécessite peu d’entretien. Dans le cas du grillon, c’est l’adulte qui est consommé. Son contenu protéique est le plus élevé parmi les insectes comparés dans cet article avec 613 g/kg de protéines. Par contre, la productivité des femelles est faible (1 femelle pond de 100 à 400 œufs en 6 mois), et leur cycle vital est long (2 à 6 mois). Les œufs se transforment en petits grillons en environ deux semaines. Trois semaines plus tard, ils atteignent la moitié de leur taille adulte et les adultes vivent environ 4 mois. Pour l’élevage, un contenant profond aéré de petits trous ou de fenêtres moustiquaires est nécessaire. Les matières organiques offertes aux grillons doivent être fraiches (légumes, céréales et viandes  fraiches) et le milieu doit être humide, ou on peut brumiser l’élevage régulièrement.  On peut ajouter des cachettes (ex: carton d’œufs) peut diminuer le cannibalisme des adultes envers les jeunes. La ponte se fait dans un contenant de terre humide non-compactée. Le contenant d’oeufs doit être déplacé dans un nouveau contenant d’élevage pour éviter que les adultes ne mangent les oeufs et les petits. Les moisissures sont fréquentes et peuvent nuire à l’élevage. De plus, ils produisent un son « gri-gri » important et une odeur désagréable qui peut décourager certains éleveurs11-12.

Mouche domestique (Musca domestica)

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Mouche domestique (Musca domestica) Crédit photo Arian Suresh

Valeur nutritive moyenne : 197g/kg de protéines, 19 g/kg de lipides, 918 kcal/kg (16)

La mouche domestique est très répandue et il est facile de s’en approvisionner à très peu de frais, ce qui explique probablement sa popularité. La larve est capable de consommer une grande variété de matières organiques mais préfère les déjections et les matières en décomposition. Les femelles pondent beaucoup d’œufs viables (500 à 1000 œufs par femelle, à 100 œufs par ponte). Les œufs éclosent en une journée et les larves commencent à s’alimenter. Elles muent trois fois (8-9 jours) avant de se chercher un endroit sec pour la métamorphose en pupe puis en adulte. Les adultes volent et vivent environ un mois. Trois jours après sa métamorphose en adulte la femelle peut copuler. Par contre, la reproduction est difficile à réaliser en élevage. Les larves de mouches domestiques sont moins riches que les larves de ténébrion meunier, mais contiennent tout de même plus de protéines que de gras. Les larves ne sont pas très riches et sont très petites avec un poids moyen de 8 mg par larve13. L’élevage est simple, et peut se dérouler dans une large gamme de conditions de température, humidité et luminosité. Contrairement au ténébrion et au grillon, la mouche domestique nécessite une volière pour que puisse se réaliser l’accouplement des adultes. Un contenant de matières organiques est aussi nécessaire pour la nutrition des larves. La ponte peut être faite dans un carton ondulé plié en triangle, placé au-dessus de matières organiques, car elles aiment pondre dans un endroit abrité. Un aspect négatif de l’élevage des mouches domestiques est que la récolte doit être effectuée avant la maturité, c’est-à-dire avant qu’elles ne noircissent, pour viser la valeur nutritive optimale des larves. Il faut donc procéder par tamisage de la diète, ou par flottaison. Un autre aspect négatif de cet élevage est que la mouche adulte doit se nourrir, elle peut donc transporter des pathogènes en provenance de sa diète (des coliformes par exemple). Les larves de mouche domestiques ont été utilisées avec succès en alimentation animale14-16.

Mouche soldat noire (Hermetia illucens)

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Mouche soldat noire adulte (Hermetia illucens) Crédit photo Gail Hampshire

Valeur nutritive moyenne : 175 g/kg de protéines, 140 g/kg de lipides, 1994 kcal/kg (16)

La mouche soldat noire est quant à elle une grande vedette pour sa capacité à dégrader les matières organiques de toutes sortes en passant par les matières en décomposition, les déjections, les cadavres et mêmes les matières contaminées ou toxiques17-18. Les larves sont 10 fois plus grosses que celles de la mouche domestiques avec un poids moyen par insecte de 83 mg 13. Le cycle vital de l’insecte peut être complété en un mois dans les conditions optimales de température, de lumière et d’humidité, mais peut aussi s’étirer jusqu’à quatre mois autrement.  Les adultes se reproduisent environ deux jours suite à leur émergence, puis meurent après quatre à six jours. Les œufs mettent quatre jours pour éclore. Les larves se gavent ensuite et grossissent durant six stades qui durant 14 à 22 jours. Lors du dernier stade, elles noircissent, durcissent et sortent de la diète humide pour aller se métamorphoser dans un endroit sec en nymphe, puis en adulte. L’adulte vole, copule mais ne se nourrit pas, il doit par contre s’abreuver. L’accouplement début dans les airs et se termine au sol. L’élevage de la mouche soldat noire est relativement simple. Il nécessite une volière et un éclairage naturel ou artificiel pour la reproduction. De plus, bien que les adultes ne se nourrissent pas puisqu’ils utilisent les réserves accumulées à l’état larvaire, ils doivent tout de même s’hydrater.  La ponte a lieu dans un carton ondulé disposé au-dessus de la source de matières organiques pour que les nouvelles larves y tombent. Autrement, seul un contenant de matières organiques est nécessaire pour l’alimentation des larves. La diète doit être réduite en petits morceaux si on veut favoriser une consommation rapide, et doit contenir de l’eau pour hydrater les larves, sans toutefois détremper le milieu. Une rampe d’accès vers un contenant de récolte des larves matures peut aussi être installé pour que les larves s’auto-récoltent lorsqu’elles sont prêtes à se métamorphoser en pupes, ce qu’elles font à l’extérieur de la diète humide, dans un milieu sec, elles ramperont donc d’elles-mêmes vers le contenant de récolte le moment voulu19. Pour favoriser un taux de protéines supérieur, les larves peuvent aussi être récoltées immatures, par tamisage ou flottaison. Les populations de larves peuvent être denses et l’adulte ne se nourrit pas, ce qui limite les risques de propagation des contaminants qui pourraient être présents dans la diète. La reproduction de cet insecte se réalise facilement. Les larves de mouche soldat noires sont utilisées en nutrition animale, et plusieurs entreprises spécialisées dans leur production existent au Canada, aux États-Unis, en Europe et en Afrique20-23.

Coquerelle (Blattela sp, Blaptica sp, Gromphadorhina sp)

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Blatte, Crédit photo Epitree

Valeur nutritive moyenne : 190 g/kg de protéines, 100 g/kg de lipides, 1602 kcal/kg

La coquerelle ou la blatte est massivement élevée à des fins médicinales en Asie, mais aussi ailleurs dans le monde comme animal de compagnie24-25. Parmi les insectes présentés, la blatte est nettement la plus facile à élever, et la plus tolérante aux intempéries. Elle ne requiert aucune luminosité, son cycle vital est simple, il n’y a pas de cannibalisme, et les matières organiques fournies peuvent être diversifiée, elles peuvent même venir à manquer durant une longue période de temps sans trop de problème. De plus, la blatte compte un nombre très élevé d’espèces différentes incluant de très grosses et de très petites. La blatte géante de madagascar (Gromphadorhina portentose) et la blatte géante souffleuse (Gromphadorhina oblongata) peuvent dépasser les 10 cm de long tandis que Blattaria dubia demeure petite (< 4 cm) au stade adulte et ne grimpe pas aux vitres, ce qui peut faciliter son élevage, et elle est facile à digérer puisque sa carapace est assez molle 26. Ce sont aussi d’intéressants insectes sociaux, qui peuvent même apprendre des tours. La blatte la plus commune en élevages, Blatta lateralis, possède un poids moyen par insecte de 193 mg13. Elles sont utilisées fréquemment en nutrition animale et trois espèces en particulier sont utilisées à cette fin en raison de leur grande productivité : Blabera fusca, Nauphoeta cinerea et Shelfordella tartara 26. Son cycle vital est assez long, allant de 6 à 12 mois selon les espèces. La femelle adulte pond des oothèques (capsule d’œufs) ou les garde sur elle, ou pond des œufs directement selon les espèces. La blatte américaine pond environ 15 œufs par oothèque. L’élevage nécessite principalement un contenant recouvert d’un moustiquaire pour permettre une bonne ventilation tout en évitant les évasions. L’humidité relative et la température doivent être élevées pour accélérer le développement des insectes. Des cachettes doivent être fournies (ex : cartons d’oeufs) et le substrat peut être fait de copeaux pour un élevage amateur. Parmi les aspects négatifs, notons la forte odeur dégagée par les blattes, la forte production d’ammoniaque (gaz à effet de serre), et le bruit qu’elles produisent25.

Les différentes espèces mentionnées ont donc des caractéristiques bien différentes, mais sont toutes populaires en entomoculture. Il faut donc bien établir ses objectifs avant de faire son choix d’insecte et de démarrer son élevage. Si l’objectif est la réduction de matières organiques résiduelles, la mouche soldat noire serait un très bon choix. Pour la production de protéines, le grillon domestique est un bon choix aussi. Pour l’extraction de gras ou d’huile et la quantité de calorie produite, le ténébrion meunier est le vainqueur. Concernant la facilité d’élevage et les infrastructures nécessaires, la coquerelle est l’insecte le moins exigent parmi ceux évalués, et celui qui peut tolérer les conditions les plus difficiles.

Pour toutes questions concernant l’élevage d’insectes : innovvertes@gmail.com

Références

  1. FAO, Organisation des nations unies pour l’alimentation et l’agriculture (2013) Insectes comestibles, perspectives pour la sécurité alimentaire et l’alimentation animale.http://www.fao.org/3/a-i3253f.pdf) E-ISBN 978-92-5-207596-7
  2. Zheng, L., Li, Q., Zhang, J., Yu, Z. 2012. Double the biodiesel yield : Rearing black soldier fly larvae, Hermetia illucens, on solid residual fraction of restaurant waste after grease extraction for biodiesel production. Renewable Energy 41 (2012) 75-79.
  3. Surendra, K.C., Olivier, R., Tomberlin, J.K., Jha, R. 2016. Bioconversion of organic wastes into biodiesel and animal feed via insect farming. Renewable Energy 25 (3026) 197-202.
  4. Ghaly, A.E., Alkoaik, F.N. 2009. The yellow mealworm as a novel source of protein. American Journal of Agricultural and Biological Sciences 4 (4): 319-331.
  5. Rumpold, B.A., Schlüder, O. 2015. Insect-based protein sources and their potential for human consumption: Nutritional composition and processing. Animal Frontiers 5 (2): 20-24.
  6. Li, L., Liu, H. 2013. Feasibility of feeding yellow mealworm (Tenebrio molitor L.) in bioregenerative life support systems as a source of animal protein for humans. Acta Astronautica 92 (1) 103-109.
  7. Ramos-Elorduy, J., Gonzàlez, E.A., Hernandez, AlR., Pino, J.M. 2002. Use of Tenebrio molitor to recycle organic wastes and as feed for broiler chickens. DOI http://dx.doi.org/10,1603/0022-0493-95,1,214. 214-220.
  8. Yang, Y., Tang, L., Tong, L., Liu, H. 2009. Silkworms culture as a source of protein for humans in space. Advances in Space Research 43: 1236-1242. 12. Klasing 2000
  9. Adeyeye, E.I., 2011. Fatty acid composition of Zonocerus variegatus, Macrotermes bellicosus and Anacardium occidentale kernel. International Journal of Pharma and Bio Sciences 2 (1).
  10. http://www.anapsid.org/crickets.html
  11. http://www.triciaswaterdragon.com/crickets.htm#Keeping
  12. Finke, M.D. 2012. Complete nutrient content of four species of feeder insects. Zoo Biology : 1-15.
  13. Charlton, A.J., Dickinson, M., Wakefield, M.E., Fitches, E., Kenis, M., Han, R., Zhu, F., Kone, N., Grant, M., Devic, E., Bruggeman, G., Prior, R., Smith, R. 2015 Exploring the chemical safety of fly larvae as a source of protein for animal feed. Journal of Insects as Food and Feed 1 (1): 7-16.
  14. Hwangbo, J., Hong, E.C., Jang, A., Kang, H.K., Oh, J.S., Kim, B.W., Park, B.S. (2009) Utilization of house fly-maggots, a feed supplement in the production of broilers chickens. Journal of Environmental Biology, 30(4): 609-614.
  15. Téguia, A., Mpoame, M., Okourou Mba, J.A. (2002) The production performance of broiler birds as affected by the replacement of fish meal by maggot meal in the starter and finisher diets. Tropicultura, 20(4): 187-192.
  16. Diener, S., Zurbrügg, C., Gutiérrez, F.R., Nguyen, D.H., Morel, A., Koottatep, T., Tockner, K. 2011. Black soldier fly larvae for organic waste treatment  – Prospects and constraints. In Proceesings of the WasteSafe , 2nd International Conference on Solid Waste Management in the Developing Coutries. Khulna, Bangladesh.
  17. Newton, L., Sheppard, C., Watson, D.E., Burtle, G., Dove, R. (2005) Using the black soldier fly, Hermetia illucens, as a value-added tool for the management of swine manure. Report for Mike Williams, Director of the animal and poultry waste management center, North Carolina State University, Raleigh, NC.
  18. Sheppard, D.C., Tomberlin, J.K., Joyce, J.A., Kiser, B.C., Sumner, S.M. 2002. Rearing methods for the black soldier fly (Diptera: Stratiomyidae). Journal of Medical Entomology, 39(4):695-698.
  19. Bondari, K., Sheppard, D.C. 1987. Soldier fly, Hermetia illucens L., larvae as feed for channel catfish, Ictalurus punctatus (Rafinesque), and blue tilapia, Oreochromis aureus (Steindachner). Aqua. Fish. Manag., 18: 209-220.
  20. Hale, O.M. 1973. Dried Hermetia illucens larvae (Diptera: Stratiomyidae) as a feed additive for poultry. Journal of Georgia Entomological Society, 8: 16-20.
  21. Newton, G.L., Booram, C.V., Barker, R.W., Hale, O.M. 1977. Dried Hermetia illucens larvae meal as a supplement for swine. Journal of animal science, 44: 395-400.
  22. St-Hilaire, S., Sheppard, C., Tomberlin, J.K., Irving, S., Newton, L., McGuire, M.A., Mosley, E.E. 2007. Fly prepupae as a feedstuff for rainbow trout, Oncorhynchus mykiss. Journal of theWorld Aquaculture Society. 38(1): 59-67.
  23. http://www.telegraph.co.uk/news/worldnews/asia/china/10399929/Inside-a-Chinese-cockroach-farm.html Page visitée le 18 janvier 2017
  24. http://www.latimes.com/world/la-fg-c1-china-cockroach-20131015-dto-htmlstory.html Page visitée le 18 janvier 2017
  25. http://blattaria.fr/ Page visitée le 18 janvier 2017
  26. Mushambanyi, B.M.T., Balezi, N. 2002. Utilisation des blattes et des termites comme substituts potentiels de la farine de viande dans l’alimentation des poulets de chair au Sud-Kivu, République Démocratique du Congo. Tropicultura 20(1): 10-16.
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